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PROTEÍNAS

     São compostas de aminoácidos e têm a função de reparar os tecidos, participam no equilíbrio entre os fluidos do corpo, de acordo com sua estrutura molecular, tem uma função biológica associada as atividades vitais. São encontradas nas carnes vermelhas, frango, peixe, ovos, leite e derivados.

     Nos alimentos, além da função nutricional, as proteínas têm propriedades organolépticas e de textura. Podem vir combinadas com lipídeos e carboidratos.

   

     METODOLOGIA DE ANÁLISE    

     O procedimento mais comum para determinação de proteína é através da determinação de um elemento ou um grupo pertencente à proteína. A conversão para conteúdo de proteína é feito através de um fator. Os elementos analisados geralmente são carbono ou nitrogênio, e os grupos são aminoácidos e ligações peptídicas.

 

     1- ANÁLISES ELEMENTARES

     A-Análise de carbono

·      digestão mais fácil do que para o nitrogênio;

·      menores erros no resultado por causa da maior quantidade em relação ao nitrogênio;

·      fator de correção mais constante que para o nitrogênio;

·      maior dificuldade em separar os carbonos pertencentes à proteína dos carbonos de outros componentes.

B-Análise de nitrogênio

·      é a determinação mais utilizada;

·      considera que as proteínas têm 16% de nitrogênio em média (vai depender do tipo de proteína);

·      fator geral na transformação de nitrogênio para proteína é de 6,25.

                                            16g N→ 100g proteínas

                                             n g N→ x g proteínas

 

                                            x= n. 100 = n. 6,25 g proteínas

                                                   16

     Este fator de conversão dá erros quando o conteúdo em N de um alimento é muito diferente de 16%. Nestes casos, existem os fatores de conversão específicos para cada alimento:

-         trigo: 5,70;

-         leite: 6,38;

-         gelatina: 5,55.

    

     MÉTODO DE KJELDAHL: DETERMINAÇÃO ATRAVÉS DO “N” TOTAL

 

     Este método determina N orgânico total, isto é, o N protéico e não protéico orgânico. Porém, na maioria dos alimentos, o N não protéico representa muito pouco no total. A razão entre o nitrogênio medido e a proteína estimada depende do tipo de amostra e de outros fatores. Por exemplo, no trigo esta razão é afetada pela variedade, condições de crescimento e quantidade do tipo de fertilizante utilizado. Para converter o nitrogênio medido para a proteína, devemos multiplicar o conteúdo de nitrogênio por um fator arbitrário, que representa um fator médio para o material em estudo, que é 5,7 para trigo e 6,25 para alimentos em geral.

     O procedimento do método baseia-se  no aquecimento da amostra com ácido sulfúrico para digestão até que o carbono e hidrogênio sejam oxidados. O nitrogênio da proteína é reduzido e transformado em sulfato de amônia. Adiciona-se NaOH concentrado e aquece-se para a liberação da amônia dentro de um volume conhecido de uma solução de ácido bórico, formando borato de amônia. O borato de amônia formado é dosado com uma solução ácida (HCL) padronizada. Existe uma segunda maneira de recolher a amônia, em uma solução ácida (H2SO4 padrão) em excesso, e depois titular o ácido que não reagiu com a amônia, com uma solução básica padronizada (NaOH). Esta segunda maneira tem a desvantagem de necessitar de duas soluções padronizadas e também de fazer a determinação indiretamente.

 

Reações envolvidas na análise

 

                                    H2SO4                     NAOH        H3BO3                           HCl

Amostra (N orgânico) →    (NH4)2 SO4      NH3     (NH4)3BO3   NH4Cl + H3BO3

 

 

 

                                    H2SO4                     NAOH       H2SO4                                      NAOH

Amostra (N orgânico) →    (NH4)2 SO4      NH3    (NH4)2 SO4  + H2SO4     Na2SO4 + H2O.

 

Cálculos

É uma titulometria de neutralização, onde:

número de miliequivalentes do ácido=número de miliequivalentes da base

nº de meq do HCl = nº de meq do N

mL do ácido x normalidade do ácido = peso N (g)/ meq do N

peso N (g) = mL do ácido x normalidade do ácido x 0,0014

peso N (mg) = mL do ácido x normalidade do ácido x 14

% N x fator = % de proteína total.

 

     Modificações no método de Kjeldahl

 

     A-Adição de catalisadores

     Wilforth (1885) sugeriu a adição de óxidos de metais de mercúrio, cobre, ferro etc. para acelerar a digestão da amostra.

     Praticamente todos metais da tabela periódica foram testados na digestão da amostra, porém mercúrio, cobre e selênio foram os que apresentaram melhores resultados.

     Mercúrio: é superior ao cobre como catalisador, porém é necessário uma etapa a mais no método para separar o complexo de mercúrio-amônia formado. Esta separação é feita pela precipitação do mercúrio com tiossulfato de sódio.

     Cobre: é o menos eficiente de três catalisadores e só tem problema de limite de aplicação pela sua toxidez.

     Selênio: é o mais polêmico dos três catalisadores. Tem efeito mais rápido do que o mercúrio e não necessita de separação após seu uso. Entretanto pode haver perda de N se ele for utilizado em excesso ou se a temperatura de digestão não for cuidadosamente controlada. As condições são mais críticas que para o mercúrio e o cobre.

     Atualmente é utilizado uma mistura dos três catalisadores, pois assim não apresentam problemas na pequena concentração em que são utilizados na mistura.

   

     B-Adição de sulfato de potássio

     Gunning, em 1889, sugeriu a adição deste reagente para aumentar o ponto de ebulição da mistura na digestão, acelerando assim o processo. O excesso de sulfato de potássio pode causar decomposição por excesso de aquecimento, com perda da amônia. A temperatura da digestão deve ficar entre 370ºC e 410ºC.

 

     C-Ácido bórico

     No método original, a amônia liberada da amostra é recolhida em ácido padronizado. Na modificação, o recolhimento é feito em excesso de ácido bórico. O borato de amônia formado é que vai ser titulado com um ácido padronizado. Esta modificação é vantajosa no senido de que será necessário somente uma solução padronizada. Nem a quantidade (cerca de 50 mL), nem a concentração (cerca de 4%) de ácido bórico necessitam ser precisas.

 

     MÉTODO DE DUMAS

 

     O método descoberto por Dumas (1831) determina N total, após combustão da amostra a 700-800ºC, por medida volumétrica do N gasoso. A medida é difícil e sujeita a erros, porque a quantidade de amostra é muito pequena e às vezes não representativa de todo alimento. Existe um equipamento recentemente construído (1960) que completa a análise em 10 minutos e com boa precisão.

 

     2-ANÁLISE POR GRUPOS

    

     MÉTODO POR BIURETO

    

     O método por biureto foi proposto por Riegler em 1914, baseado na observação de que substâncias contendo duas ou mais ligações peptídicas formam um complexo de cor roxa com sai de cobre em soluções alcalinas. A intensidade da cor formada é proporcional à quantidade de proteína, e a medida é feita num colorímetro.

     Este método tem as seguintes vantagens:

     Porém ele tem duas desvantagens que são:

 

    

     MÉTODO POR FENOL (FOLLIN-CIOCALTEAU-LOWRY)

 

     Foi uma das primeiras determinações colorimétricas de proteína, realizada a partir de 1912. É um método bastante utilizado e que se baseia na interação das proteínas com o reagente fenol e cobre em condições alcalinas. A reação colorimétrica envolve uma oxidação, catalisada por cobre, de aminoácidos aromáticos por um reagente heteropolifosfato (fosfotungístico-fosfomolibídico), desenvolvendo uma cor azul, que vai ser medida num colorímetro e comparada com uma curva padrão.

     Este método tem as seguintes vantagens:

As desvantagens são:

 

     MÉTODO POR ESPECTROFOTOMETRIA ULTRAVIOLETA

 

     A maioria das proteínas possuem absorção UV em 280 nm devido à presença de tirosina, triptofano e fenilalanina, que são aminoácidos aromáticos, com anel benzênico, e, portanto, com duplas ligações conjugadas.

     As vantagens do método são as seguintes:

·      Rápido.

·      Simples.

·      Não destrutivo.

E as desvantagens são:

·      Os resultados não são muito precisos porque eles vão depender da concentração dos três aminoácidos na composição da proteína.

·      Não têm interferência com sais de amônia, mas os ácidos nucléicos podem dar interferência na análise.

·      A preparação da amostra para a leitura espectrofotométrica é muito longa.

     A determinação pode ser feita também pela medida da fluorescência UV devido principalmente ao triptofano.

     Este método foi desenvolvido a princípio para leite e produtos lácteos, porém atualmente é também utilizado em produtos cárneos e agrícolas.

 

 

     MÉTODOS TURBIDIMÉTRICOS

 

     A medida é baseada na turbidez causada pela proteína precipitada por algum agente precipitante, como ácido tricloroacético, ferricianeto de potássio e ácido sulfosalisílico.

     As vantagens do método são:

·      É rápido.

·      Simples para amostras líquidas, onde a proteína está em solução.

As desvantagens são:

·      Não compensa ser utilizado para amostras sólidas, onde a proteína deve ser extraída para uma solução.

·      Os resultados variam com o tipo de proteína.

·      Pode haver precipitação de outras substâncias com as proteínas, causando interferência no método.

·      O método depende de calibração com padrões conhecidos de proteínas determinados por outros métodos.

 

     MÉTODO DYE-BINDING

 

     Este método apareceu por volta de 1944, e seu uso em alimentos tem aumentado nos últimos anos. Quando uma amostra é tratada com excesso de corante (tipo indicador), o corante e a proteína reagem quantitativamente para formar um complexo insolúvel que pode ser separado por centrifugação ou filtração. O excesso de corante não reagido em solução é medido colorimetricamente e, por diferença, obtém-se indiretamente a quantidade de proteína da amostra. Uma relação entre a quantidade de corante de ligação e o conteúdo de proteína de uma amostra permite a construção, para cada tipo de alimento, de uma tabela de conversão onde as % de proteínas são lidas. O método é normalmente utilizado em amostras de grãos de cereais, sementes oleaginosas, produtos vegetais e animais e laticíneos. Existem equipamentos comerciais disponíveis que tornam o método rápido e sem a desagradável manipulação dos reagentes corrosivos utilizados no método Kjedahl. Estes equipamentos fazem, num mesmo conjunto, a reação colorimétrica, a filtração do complexo insolúvel e a medida colorimétrica da solução filtrada. Os corantes utilizados no método são: laranja G, laranja 12, vermelho A, preto búfalo e preto amino 10B. Este método tem boa correlação com método oficial de Kjeldahl.

     São várias as vantagens deste método:

·      Simplicidade.

·      Rapidez.

·      Exatidão.

·      Economia.

     A maior desvantagem é que ele depende do equipamento próprio para atender às vantagens citadas acima.

    

     MÉTODOS FÍSICOS

 

     São vários os métodos físicos disponíveis, mas, como eles não são muito utilizados, serão apenas citados. São os seguintes: índice de refração; densidade específica; viscosidade; tensão superficial; condutividade; polarização.

 

LIPÍDEOS

 

     O termo lipídeo é utilizado para gorduras e substâncias gordurosas. Lipídeos são definidos como componentes do alimento que são insolúveis em água e solúveis em solventes orgânicos, tais como éter etílico, éter do petróleo, acetona, clorofórmio, benzeno e álcoois. Estes solventes apolares extraem a fração lipídica neutra que incluem ácidos graxos livres, mono, di e triacilgliceróis, e alguns mais polares como fosfolipídeos, glicolipídeos e esfingolipídeos. Esteróis, ceras, pigmentos lipossolúveis e vitaminas, que contribuem com energia na dieta, podem ser extraídos apenas parcialmente.

 

     METODOLOGIA DE ANÁLISE

    

     EXTRAÇÃO COM SOLVENTE A QUENTE

 

     O método está baseado em três etapas:

A-    Extração da gordura da amostra com solvente.

B-    Eliminação do solvente por evaporação.

C-    A gordura extraída é quantificada por pesagem.

 

     Características

·      A escolha do solvente vai depender dos componentes líquidos existentes no alimento.

·      A extração com solventes é mais eficiente quando o alimento é seco antes da análise, pois existe maior penetração do solvente na amostra. Pode-se utilizar a amostra que foi usada na determinação de umidade.

·      A preparação da amostra para determinação de gordura deve ser cuidadosa de maneira a evitar a sua degradação. Em muitos alimentos processados, como em produtos derivados do leite, pão, produtos fermentados, açucarados e produtos animais, a maior parte dos lipídeos está ligada a proteína e carboidratos, e a extraão direta com solventes não polares é ineficiente. Estes alimentos precisam ser preparados para a extração de gordura por hidrólise ácida ou básica, ou outros métodos.

·      É necessário um controle da temperatura e tempo de exposição do material no solvente.

 

     Eficiência da extração a quente

     Depende de uma série de fatores:

1-     Natureza do material a ser extraído.

2-     Tamanho das partículas: quanto menor mais fácil a penetração do solvente.

3-     Umidade da amostra: a água presente na amostra dificulta a penetração do solvente orgânico por imiscibilidade.

4-     Natureza do solvente.

5-     Semelhança entre as polaridades do solvente e da amostra.

6-     Ligação dos peptídeos com outros componentes da amostra.

7-     Circulação do solvente através da amostra.

8-     A velocidade do refluxo não deve ser nem muito alta nem muito baixa, porque pode haver pouca penetração do solvente na velocidade muito alta.

9-     Quantidade relativa entre solvente e material a ser extraído: quanto mais solvente maior é a extração, porém não se deve usar em excesso por causa do alto custo do solvente.

 

     Tipos de solventes

     Os dois solventes mais utilizados são o éter de petróleo e o éter etílico. O éter etílico é um solvente de extração mais ampla, pois pode extrair também vitaminas, esteróides, resinas e pigmentos, o que constitui um erro quando se deseja determinar somente gordura (triacilglicerídeos). Porém estes compostos aparecem geralmente em pequenas quantidades, o que daria um erro aceitável. Por outro lado, ele é menos usado porque é mais caro, perigoso e pode acumular água durante a extração que vai dissolver materiais não lipídicos. Portanto o éter de petróleo é mais comumente utilizado. Em alguns casos, é conveniente utilizar mistura de solventes como no caso de produtos lácteos.

 

     Tipos de equipamentos

 

A-    Soxhlet

Características

·      É um extrator que utiliza refluxo de solvente.

·      O processo de extração é intermitente.

·      Pode ser utilizado somente com amostras sólidas.

·      Tem a vantagem de evitar a temperatura alta de ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato com o solvente muito quente, evitando assim a decomposição da gordura da amostra.

·      A quantidade de solvente é maior porque o volume totalk tem que ser suficiente para atingir o sifão do equipamento.

·      Tem a desvantagem da possível saturação do solvente que permanece em contato com a amostra antes  de ser sifonado, o que dificulta a extração.

     Existe, desde 1974, nos Estados Unidos, uma modificação do extrator de Soxhlet que extrai gordura com éter em 30 minutos em vez de 4 horas. A amostra seca é imersa diretamente no éter em ebulição, dentro de um copo feito de tela de arame, no equipamento em refluxo. Após 10 minutos, o copo com a amostra é suspenso  e o éter condensado é utilizado para lavar a amostra por 20 minutos. A determinação completa leva 2 horas e 15 minutos, e podem ser feitas até 80 determinações por dia num extrator múltiplo comercial. A precisão é equivalente ao método Soxhlet.

 

B-    Goldfish

     Características

·      É um método que também utiliza refluxo de solvente para extração.

·      O processo de extração é contínuo e, portanto, mais rápido.

·      Pode ser utilizado somente com amostras sólidas.

·      Tem a desvantagem do contato do solvente muito quente com a amostra, o que pode acarretar degradação da gordura.

·      Tem a vantagem de utilizar menos solvente e ser mais rápido, pois o método, sendo contínuo, faz com que a amostra esteja permanentemente em contato com o solvente.

 

     EXTRAÇÃO COM MISTURA DE SOLVENTES A FRIO – MÉTODO DE BLIGH-DYER

 

     Bligh e Dyer, em 1959, sugeriram um método de extração de gordura a frio que utilizava uma mistura de três solventes, clorofórmio-metanol-água.

     Inicialmente, a amostra é misturada com metanol e clorofórmio que estão numa proporção que forma uma só fase com a amostra. Em seguida, adiciona-se mais clorofórmio e água de maneira a formar duas fases distintas, uma de clorofórmio, contendo os lipídeos, e a outra de metanol mais água, contendo as substâncias não lipídicas. A fase de clorofórmio com a gordura é isolada e, após a evaporação do clorofórmio, obtemos a quantidade de gordura por pesagem.

     O método tem uma série de vantagens em relação à extração a quente:

     1- Extrai todas as classes de lipídeos, inclusive os polares que representam um alto teor em produtos de trigo e soja e são importantes para avaliações dietéticas.

     2- Os lipídeos são extraídos sem aquecimento e os extratos podem ser utilizados para avaliação de deterioração dos lipídeos através dos índices de peróxidos e ácidos graxos livres, além da determinação do teor de carotenóides, vitamina E, composição de ácidos graxos e esteróis.

     3- Pode ser utilizado em produtos com altos teores de umidade, além dos produtos secos.

     4- A determinação completa pode ser realizada em tubos de ensaio não necessitando de equipamentos especializados e sofisticados.

 

     EXTRAÇÃO DA GORDURA LIGADA A OUTROS COMPOSTOS, POR HIDRÓLISE ÁCIDA E ALCALINA

 

     Em alguns produtos como pão e leite, a gordura está ligada a proteína e carboidratos e, portanto, deve ser liberada para a quantificação. A liberação da gordura é feita por uma hidrólise ácida ou alcalina.

 

A-    Hidrólise ácida

A.1- Processo de Gerber

     É um método de rotina utilizado somente para leite e produtos lácteos. A gordura no leite está presente em forma de emulsão de óleo e água, cercada de um filme de proteína. É necessário quebrar este filme para conseguir a extração da gordura. Para tano a amostra é tratada com ácido sulfúrico. É também adicionado álcool isoamílico para facilitar a separação da gordura e reduzir o feito de carbonização do ácido sulfúrico sobre ela. Após a digestão, a amostra é centrifugada num tubo chamado butirômetro, que já vem calibrado com uma escala volumétrica. A gordura separada da fase aquosa  com a proteína  é medida volumetricamente  diretamente no butirômetro. Existem vários tipos de butirômetros com escalas diferentes, para medir diferentes produtos lácteos, como creme de leite e queijos, e até para alguns produtos não láteos, como produtos processados de carne e peixe.

     O método possui dois requisitos muito importantes para obtenção de bons resultados:

·      O ácido sulfúrico deve ter uma densidade de 1,82 e, portanto, o ácido concentrado que possui uma densidade de 1,84 deve ser diluído;

·      A leitura final da gordura no butirômetro deve ser feita a 71ºC.

 

     A.2- Processo de Babcock

     Utiliza, como no processo de Gerber, ácido sulfúrico para hidrólise da proteína. A diferença com o processo de Gerber está nas quantidades de leite e ácido sulfúrico adicionados, e na adição de água quente em vez de álcool isoamílico. O método é também volumétrico, e a medida é feita igualmente num tubo graduado. O método de Gerber é mais utilizado na Europa e o de Babcock nos Estados Unidos. Ambos os métodos não determinam os fosfolipídeos, mas não há problemas com o leite integral que tem apenas 1% de fosfolipídeos na gordura total. A manteiga tem cerca de 24% de fosfolipídeos e, portanto, deve-se utilizar os métodos de Goldfish ou Soxhlet. O método de Gerber é 2 a 3 vezes mais rápido que o de Babcock.

 

     B. Hidrólise alcalina – Método de Rose-Gottlieb e Mojonnier

     No processo de Rose-Gottlieb e Mojonnier, a amostra é tratada com hidróxido de amônia e álcool para hidrolisar a ligação proteína-gordura, e a gordura separada é então extraída com éter de petróleo e éter etílico. O álcool precipita a proteína que é dissolvida na amônia e a gordura separada pode ser extraída com éter. A extração com éter de petróleo é eficiente em amostras com muito açúcar como, por exemplo, leite condensado. De uma maneira geral, o método é bastante empregado para laticínios em geral.

 

     CARACTERIZAÇÃO DE ÓLEOS E GORDURAS

 

     ÍNDICE DE IODO (I.I.)

 

     Uma determinação analítica importante para os especialistas em óleos e gorduras é a medida da insaturação. Esta determinação é importante para a classificação de óleos e gorduras e para controle de alguns processamentos. O método geralmente utilizado é a medida do índice de iodo.

     Índice de iodo de um óleo ou gordura é definido como as gramas de iodo que são adicionadas em 100 g de amostra. O resultado é expresso em termos de iodo, independente de a reação ter sido com o iodo ou outro halogênio (F,Cl, Br e I).

     Este índice é baseado no fato de que iodo e outros halogênios se adicionam numa dupla ligação da cadeia insaturada dos ácidos graxos.

     Basicamente, a determinação do índice de iodo consiste na adição de um halogênio a uma massa determinada de amostra, com posterior determinação da quantidade de halogênio que reagiu. Como o I2 é pouco reativo, é mais comum a adição de ICl e IBr. Independentemente de ser adicionado I, Cl ou Br, o resultado é sempre expresso em índice de iodo, e, portanto, deve-se adicionar KI antes da titulação do excesso do halogênio, para fornecer a quantidade equivalente de iodo do ICl ou Ibr, através das seguintes reações:

 

     ICl + KI → I2 + KCl

     IBr + KI → I2 + KBr

 

     O I2 proveniente do excesso de ICl é titulado com tiosulfato de sódio (Na2S2O3), usando amido como indicador.

     Existem dois métodos de determinação do índice de iodo, um que utiliza ICl (WIJS) e outro IBr (HANUS). O método de Wijs é o mais utilizado porque é o mais exato, enquanto o método de Hanus apresenta resultados entre 2 a 5% mais baixos que o de Wijs. Por outro lado, o reagente de Hanus é mais estável que o de Wijs.

     O método original de Wijs necessita de 1 hora no escuro para efetuar a reação de adição do halogênio. Porém foi sugerida a adição de solução 2% de acetato de mercúrio como catalisador, que encurta o tempo de reação para 3 minutos. A reação deve ser no escuro por exatamente 3 minutos para garantir que a reação com os halogênios seja somente de adição e não de substituição, pois a luz catalisa a reação de substituição. A solução já titulada, quando deixada em repouso, freqüentemente reverte à cor anterior à viragem (azul), pela separação do halogênio. Portanto o ponto final da titulação deve ser considerado na primeira viragem.

     O método de Hanus é exatamente igual ao de Wijs, exceto na utilização de IBr ao invés de ICl. Os cálculos são iguais, porém o resultado pelo método de Hanus é de 2 a 5 % menor que o de Wijs.

 

     ÍNDICE DE SAPONIFICAÇÃO (I.S.)

 

     O índice de saponifucação de um óleo ou gordura é definido como o número de miligramas de hidróxido de potássio necessário para neutralizar os ácidos graxos resultantes da hidrólise completa de 1g de amostra. Durante a saponificação, é formado sabão de acordo com a reação:

 

     C3H5(C17H35COO)3 + 3KOH → C3H5(OH)3 +3C17H35.COOK

         ESTEARINA                          GLICEROL  ESTEARATO DE POTÁSSIO

 

     O índice de saponificação é uma indicação da quantidade relativa de ácidos graxos de alto e baixo peso molecular. Os ésteres de ácidos graxos de baixo peso molecular requerem mais álcali para a saponificação, portanto o índice de saponificação é inversamente proporcional ao peso molecular dos ácidos graxos presentes nos trialcilgliceróis. Isto acontece porque, num mesmo peso de amostra, a quantidade de grupos carboxílicos será maior em trialcilgliceróis com ácidos graxos de baixo peso molecular, e, conseqüentemente, o consumo de KOH será maior (maior I.S.) e vice-versa.

     O índice de saponificação não serve para identificar o óleo, pois muitos óleos possuem estes índices muito semelhantes (188-196). Esta determinação é útil para verificação do peso molecular médio da gordura e da adulteração por outros óleos com índices de saponificação bem diferentes, como óleo de coco (I.S.=255), óleo de palma  ou dendê (I.S=247) e manteiga (I.S.=255), e outros óleos que contêm alto teor de ácidos graxos com baixo peso molecular. A adulteração com parafina, que tem um índice de saponificação mínimo, pode ser facilmente detectada por este método.

 

Procedimento: O método consiste em aquecer a amostra em banho-maria com solução alcoólica de hidróxido de potássio em refluxo, por 1 hora. Juntar fenolftaleína e titular o excesso de soda com ácido clorídrico padronizado.

 

     CARACTERIZAÇÃO DA RANCIDEZ DE ÓLEOS E GORDURAS

 

     A rancidez, deterioração da gordura, constitui um dos mais importantes problemas técnicos nas indústrias de alimentos. A deterioração pode ocorrer através de 2 formas diferentes:

·      rancidez hidrolítica: hidrólise da ligção éster por lípase e umidade;

·      rancidez oxidativa: autoxidação dos acilgliceróis com ácidos graxos insaturados por oxigênio atmosférico.

 

A-    Rancidez hidrolítica – índice de acidez (I.A.)

     A decomposição das gorduras através da lípase é acelerada por luz e calor, com formação de ácidos graxos livres que causam um sabor-odor desagradável, principalmente em gorduras como manteiga, que possui grande quantidade de ácidos graxos de baixo peso molecular. Porém, em gorduras com ácidos graxos não voláteis, o sabor-odor característico não aparce juntamente com a deterioração. Neste caso, é muito importante a medida quantitativa dos ácidos graxos livres para se determinar o grau de deterioração.

     Índice de acidez: é definido como número de miligramas de KOH requerido para neutralizar os ácidos graxos livres em 1 g de amostra.

B-    Rancidez oxidativa – Índice de peróxido (I.P.)/Índice de TBA

     Este tipo de deterioração é a mais importante, porque todos os tipos de gordura possuem triacilgliceróis insaturados. A deterioração oxidativa tem como conseqüência a destruição das vitaminas lipossolúveis e dos ácidos graxos essenciais, além da formação de subprodutos com sabor-odor forte e desagradável.

     Índice de peróxido: é um dos métodos mais utilizados para medir o estado de oxidação de óleos e gorduras. Como os peróxidos são os primeiros compostos formados quando uma gordura deteriora, toda gordura oxidada dá resultado positivo nos testes de peróxidos. O índice de peróxido de uma gordura é facilmente determinado dissolvendo-se um peso de gordura em uma solução de ácido acético-clorofórmio, adicionado-se iodeto de potássio e titulando o iodo liberado com solução padrão e tiosulfato de sódio, usando amido como indicador. O resultado é expresso como equivalente de peróxido por 100g de amostra.

     Índice de TBA: o método compreende a dissolução da amostra de gordura em um solvente orgânico como benzeno, clorofórmio ou tetracloreto de carbono e extração do material reativo com uma solução de ácido acético – ácido tiobarbitúrico – água. O teste TBA  só pode ser corretamente aplicado nos primeiros estágios da oxidação, porque nos estágios mais avançados vai haver muita modificação nos compostos produzidos.

 

      Bibliografia :

      Cecchi, Heloísa Máscia. Fundamentos Teóricos e Práticos em Análise de    Alimentos. editora da Unicamp.      

 

 

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